随机选择18个柱，使用改性土壤进行絮凝处理。将改性土壤悬浮液加入水华水中，并用玻璃棒搅拌。每个柱中改性土壤的最终浓度为3 mg/L壳聚糖和100 mg/L土壤。将絮凝后的柱静置3小时，使藻絮体沉降。随后，从絮凝后的柱中取出9个，覆盖一层1厘米厚的天然土壤。仅进行絮凝处理的9个柱标记为"F-no capping"，进行絮凝-覆盖处理的9个柱标记为"F-capping"。其余9个未进行任何处理的柱设为"对照"。


所有柱在底部上方约15厘米处用布包裹以确保黑暗环境。此后，将每个处理组（对照、F-no capping、F-capping）的9个柱平均分为三部分（每组三个柱），分别在8°C、25°C和35°C下于荧光灯（2000-3000勒克斯，12小时光照/12小时黑暗）下培养。为使不同处理中的藻活力处于相同水平并使藻培养物适应新温度，所有柱在采样前在相应温度条件下稳定10小时。


活力实验持续60天，在第0、15、30、45和60天测量叶绿素a浓度。第0天的样品取自对照组表层水以下10厘米处，并用0.45μm膜过滤。F-no capping和F-capping组的样品为柱底沉积的藻絮体。对于叶绿素a浓度分析，所有样品用90%丙酮在4°C下提取24小时，并用分光光度计测量。使用第0天和第60天的相同样品分析形态、光合作用和呼吸作用。样品在6000 rpm下离心3分钟，用2.5%戊二醛预固定4小时，并用磷酸盐缓冲液洗涤。然后，样品用1%四氧化锇后固定2小时，再次用磷酸盐缓冲液洗涤。洗涤后的样品依次通过30%、50%、70%、85%、95%和100%乙醇溶液脱水两次，并用真空干燥器干燥。完全干燥的样品随后安装在铜桩上，镀金，并用扫描电子显微镜（SEM,S-3000N,Hitachi,Japan）观察。对于光合作用和呼吸作用分析，将样品加入微呼吸瓶（4 mL）中，并在与藻类批次培养相同的条件下培养。将采样瓶移入培养箱后，使用微呼吸系统（MRS,Unisense,Danmark）连续测量光合作用和呼吸速率。在每个培养周期（即10小时光照/10小时黑暗）内，使用O2微传感器每2分钟连续测量每个样品中的O2浓度60秒。


氮同化实验。与藻类共培养后，使用30μm网收集15N标记的铜绿微囊藻细胞，并用去离子水冲洗至少10次以去除未同化的15N-NO3。标记的铜绿微囊藻的δ15N值为1072±13‰（n=2），将一定剂量的藻类加入过滤的湖水（30μm）中，用于形成水华水（7.3-7.7 x 10^7细胞/mL）。总共40个柱（直径8.4厘米，高50厘米）填充10厘米沉积物和1.6升水华水，并在实验前稳定3天。沉积物采集自中国太湖。柱底上方15厘米区域用布包裹以避免环境光对沉积物的影响。所有柱均使用改性土壤进行絮凝处理，然后覆盖一层1厘米厚的天然土壤。覆盖处理后，在20个柱中种植蓖齿眼子菜幼苗，命名为"有植被"组。另外20个柱保持无植被状态，命名为"无植被"组。此后，从有植被组和无植被组中各取10个柱，在8°C的光照培养箱中培养。每组剩余的10个柱在25°C下培养。两种培养条件均设定在荧光灯（2000-3000勒克斯，12小时光照/12小时黑暗）下。选择8°C和25°C的温度来模拟太湖蓖齿眼子菜在春季和初夏的萌发和快速生长阶段。


在絮凝-覆盖处理后立即（第0天）以及第10、17、27和45天采集植物（幼苗）和沉积物样品（顶部5厘米）。每次采样时，从两个随机选择的柱（作为重复）中采集，并从其中收获整个植物生物量。


分别将沉积物和植物均质化、干燥，并使用与Flash EA1112元素分析仪联用的Delta Plus Advantage质谱仪（Finnigan MAT）分析稳定氮同位素比率（15N/14N）。15N丰度使用相对于大气氮标准的常规delta符号表示：

此外，为了比较不同处理组沉积物和植物中标记15N的积累量，应计算过量15N以确定标记15N的绝对掺入量。数据以干样中15N的过量浓度表示，并根据以下公式计算：

重复测量之间的分析误差通常在±0.1‰以内。其中at%15Ncontrol代表第0天的值，δ15N表示为相对于大气氮比率Rair=0.0036765的过量值。


统计分析。使用Origin 8.0（OriginLab,Northampton,MA,USA）和SPSS 16.0（IBM Corporation,Armonk,NY,USA）分别进行绘图和数据分析。所有比较的显著性水平设定为P<0.05。在藻生物量活力实验中，使用双因素方差分析及事后Duncan多重范围检验分别比较不同处理组在不同温度下的叶绿素a浓度、光合作用和呼吸速率。在检验中，组别（对照、絮凝、絮凝+覆盖）和温度（8°C、25°C、35°C）是两个独立因素，叶绿素a浓度、光合作用和呼吸速率是每个分析中的因变量。使用单因素方差分析及事后Turkey检验检验每个温度下同一处理组内的叶绿素a浓度。在氮同化实验中，使用双因素方差分析及事后Duncan多重范围检验分析蓖齿眼子菜对15N同化速率能力的差异。处理（有植被和无植被）和温度（8°C和25°C）是独立因素，15N同化速率是因变量。此外，进行线性相关分析以检验整个实验过程中15N同化速率与蓖齿眼子菜生物量之间的关系。


结果

藻生物量活力。 所有柱中的初始叶绿素a浓度为5670 μg/L。在对照组中，叶绿素a浓度显著高于初始值，并在第60天分别达到7397 μg/L（8°C）和6731 μg/L（25°C）。35°C下的叶绿素a浓度在第15天显著增加至9224 μg/L，随后逐渐下降至第60天约2243 μg/L。在F-no capping和F-capping组中，在所有培养温度下，叶绿素a浓度随采样时间持续下降。在第60天，F-no capping和F-capping组之间的相应样品观察到显著差异（P<0.05）。在8°C、25°C和35°C下，F-capping组中叶绿素a浓度分别下降至约3444、2277和18 μg/L，而F-no capping组中的值分别为4203、2574和500 μg/L。此外，较高的温度加速了F-no capping和F-capping组中叶绿素a浓度的下降（P<0.05）。温度和处理的交互作用对叶绿素a浓度变化没有显示出显著影响（P>0.05）。

第0天收集的藻细胞显示出完整的形态，对照组、F-no capping和F-capping组之间没有明显差异。实验结束时，从三个系统中收集的大多数藻细胞在8°C下总体上显示出完整的形态。然而，与对照组相比，在25°C下培养的F-capping组收集的藻细胞明显变形和裂解。此外，在35°C下培养的F-capping组中观察到比对照组和F-no capping组更多的裂解细胞。

实验开始时，从所有三组收集的铜绿微囊藻细胞都能维持正常的光合作用和呼吸速率，这表明光照阶段产生的氧气足以维持藻类在黑暗阶段的呼吸作用。培养60天后，从对照组和F-no capping组收集的藻细胞在8°C和25°C下仍能维持光合作用，这反映在光照阶段氧气变化率为正值。然而，在25°C下，F-no capping组的光合作用效率比对照组低八倍。尽管从F-capping组收集的细胞在8°C的光照阶段能维持光合作用，但其效率远低于对照组。值得注意的是，在25°C下培养的F-capping组细胞即使在光照培养阶段也显示出负的O2变化率，表明藻生物量发生了死亡和衰亡。在35°C下培养60天后，所有三个系统都发现了藻细胞死亡和衰亡，这反映在负的O2变化率上。然而，絮凝-覆盖处理加速了藻细胞死亡和衰亡，这可以通过F-capping组的O2消耗速率显著高于F-no capping组或对照组（P<0.05）来反映。应当指出，温度和处理之间的交互作用显著影响光合作用和呼吸速率（P<0.05）。